Epstein-Barr-Virus (EBV) - PCR

Indikation

Das Epstein-Barr-Virus ist ein umhülltes DNA-Virus. Es werden zwei Typen unterschieden EBV-1 und EBV-2. Die Übertragung des Virus erfolgt vorwiegend durch Speichel. Die Primärinfektion verläuft im Kindesalter häufig asymptomatisch, bei jungen Erwachsenen manifestiert sich die Infektion in etwa 50 % der Fäller als infektiöse Mononukleose (Pfeiffersches-Drüsenfieber) mit Fieber, Lymphknotenschwellung, graugelben Tonsillenbeläge und Lymphozytose mit atypischenT-Lymphozyten. In der Hälfte der Fälle beobachtet man eine Splenomegalie, Hepatomegalie sowie häufig milde verlaufende Hepatitis. Seltene Komplikationen sind Pneumonie, Meningitis, Myokarditis oder Encephalitis. Bei einer chronisch aktiven EBV-Infektionen zieht sich die Erkrankung über Monate hin mit den oben beschriebenen Symptomen, die Gründe für diese Verlaufsform sind unbekannt. 
Nach der Primärinfektion kommt es zur latenten lebenslangen Infektion der B-Lymphozyten des lymphoiden Gewebes. Eine EBV-Reaktivierung verläuft in der Regel asymptomatisch. Unter ausgeprägter Immunsuppression kann sich eine Lymphoproliferative Erkrankung (PTLD Posttransplantationslymphom) mit schlechter Prognose entwickeln. EBV-assoziierte Tumore sind das Nasopharynxkarzinom sowie einige der Hodgkin- und Non-Hodgkin-Lymphome.  

Indikation zur Bestimmung der EBV-Virämie:

• chronisch aktive Infektion
• V.a. EBV-Reaktivierung im Zusammenhang mit Immunsuppression. 

Methode

 
Quantitative PCR (Polymerase-Kettenreaktion)

Die Amplifikation und Detektion beruht auf dem Taqman-Format.

Extrahierte DNA wird in einem Reaktionsansatz mittels PCR amplifiziert. Während des Annealings hybridisieren sowohl die beiden spezifischen PCR-Primer als auch eine für dieses Detektionsverfahren erforderliche, spezifische fluorogene Sonde am nachzuweisenden Amplifikat. Im gleichzeitig ablaufenden Extensionsschritt (Zwei-Schritt-PCR) wird diese Sonde von der 5`-3`Exonuklease-Aktivität der Taq-Polymerase gespalten, wodurch das Fluoreszenzsignal ansteigt. Übersteigt das Messsignal einen von der Software des Gerätes berechneten cut-off Wert, so gilt die Probe als "positiv" und der entsprechende PCR-Zyklus, in dem die Fluoreszenz diesen "threshold" übersteigt, wird als "threshold cycle" 

Reagenz: RealStar EBV PCR Kit 2.0 (Firma altona)

Gerät: TaqMan 7500 (ThermoFisher)

Material

• Plasma (EDTA)
• Vollblut (EDTA)
• Bronchiallavage

Präanalytik

Das Untersuchungmateriel sollte taggleich zum Labor transportiert werden. Eine sofortige Vorbereitung des Materials ist erforderlich für eine optimale Aussagekraft des Ergebnisses.
Die Untersuchungsproben werden direkt nach Probeneingang extrahiert oder bei -20 °C gelagert, Vollblut wird bei +4°Cgelagert.

Hinweise

Bewertung:

Positiver Nachweis von EBV-DNA im Vollblut und Plasma

Die latente EBV-Infektion ist in den B-Lymphozyten lokalisiert, so dass die Aussagekraft eines positiven EBV-DNA Nachweises im Vollblut begrenzt ist. Bei allen Formen der Immunkompromittierung ist EBV-DNA regelmäßig im Vollblut messbar, ebenso fällt der Test häufig positiv im Rahmen akuter Infektionen (Ausschwemmung von Memory- B-Zellen) aus.  Somit ist die Spezifität der Analyse im Vollblut niedrig und die Kombination mit der Analyse aus Plasma ist sinnvoll.
Der Nachweis einer hohen EBV-Viruslast bei Immunsupprimierten ist ein Hinweis auf das Vorliegen einer PTLD, jedoch nicht beweisend. Nach Ruf et al. deuten Werte  über 20.000 copies/ml Vollblut und 1.000 copies/ml Plasma auf die Entwicklung einer PTLD hin.  

EBV-DNA in der Bronchiallavage

Lediglich hohe Virusmengen sind für die Abklärung der infektiösen Ethiologie einer Pneumonie klinisch relevant.

Verfahrenskenndaten

Die Nachweisgrenze wird vom Testhersteller mit 477 IU/ml angegeben (95 % LOD).

Sonstiges

Literaturangaben:

• Medizinische Mikrobiologie und Infektiologie
  (Hrsg.: S. Suerbaum, G-D. Burchard, H.E. Kaufmann, T.F. Schulz)
  Springer Verlag 2020 9. Auflage 

• Labor u. Diagnose
  (L. Thomas, Hrsg.) 
  TH-Books Verlagsgesellschaft mbH, Frankfurt/Main 2012 8. Auflage

• Ruf et Al. Journal of Clinical Virology, Volume 53, Issue 3, March 2012, Pages 186–194